实验动物的抓取固定方法

实验动物的抓取固定方法

正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。

（一）小鼠抓取固定方法

小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。人经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

图11-1小鼠的抓取固定方法

图11-2 小鼠尾静脉注射方法

（二）大鼠的抓取固定方法

大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。

（三）蛙类的抓取固定方法

蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（图11-3）。

图11-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法

在抓取是蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。

实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。

（四）豚鼠的抓取固定方法

豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部（图11-4）。固定的方式基本同大鼠。

图11－4 豚鼠的抓取固定方法

（五）兔的抓取固定方法

1．抓取：实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便，一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上（图11-5），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。不能采用抓双耳或抓提腹部。

2．固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。盒式固定（图11-6），适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上（图11-7），四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定（图11-8）多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。

图11-5 家兔抓取方法

1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。

图11-6 家兔盒式固定法

图11-7 家兔台式固定法

（六）狗的抓取固定方法

未经训练用于急性实验的狗性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住狗嘴。驯服的狗绑嘴时可从侧面靠近轻轻抚摸其颈背部皮毛，然后迅速用布带缚住其嘴。方法是用布带迅速兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌下打第二结，然后将布带引至头后颈项部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适宜（图11-9），倘若此举不成，应用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再绑其嘴。如实验需要静脉麻醉时，可先使动物麻醉后再移去狗头钳，解去绑嘴带，把动物放在实验台上，然后先固定头部，再固定四肢。

图11-8家兔马蹄形固定

图11－9 狗嘴捆绑法

1．头部固定：固定狗头需用一特制的狗头固定器，狗头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。操作时先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横贯于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。

2.四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。

实验动物各种体液、骨髓的采集方法

一、消化液的采集 (一) 唾液 1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。 2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。 (二)胃液 1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。 2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。 (三)胰液和胆汁 在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。 有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。 二、脑脊液的采集 (一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。 (二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法 在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm)用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。 三、骨髓的采集 1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。 2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。操作人

二十种常见实验动物模型

二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂

含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：

试验动物的抓取固定方法

第一节实验动物的抓取固定方法 一、小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图2-1 小鼠的抓取固定方法 图2-2 小鼠尾静脉注射方法 二、大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定

板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。 三、蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。 图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法 在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。 四、兔的抓取固定方法 （一）抓取实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便。一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上（图2-4），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。不能采用抓双耳或抓提背部。 （二）固定一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。 图2-4 家兔抓取方法

实验动物从业人员上岗培训教材大纲

第一章实验动物科学概论 第一节实验动物科学的基本概念 一、实验动物科学 二、实验用动物 三、实验动物 四、实验动物的特征 （一）遗传背景明确 （二）对携带微生物和寄生虫实施监制 （三）在特定的环境条件下进行人工饲育 （四）应用范围明确 （五）实验动物与其他类动物区别的特征 第二节实验动物科学研究的基本范畴 一、实验动物生物学 二、实验动物环境生态学 三、实验动物遗传育种学 四、实验动物营养学 五、实验动物微生物学和寄生虫学 六、实验动物医学 七、比较医学 八、动物实验技术 九、动物实验伦理学 十、实验动物福利 十一、动物实验替代方法 第二章实验动物法制化、规范化管理的有关规定和标准 第一节我国实验动物工作法制化管理体系简介 一、实验动物工作管理体制 二、实验动物管理组织机构体系 三、实验动物管理法规标准体系 四、实验动物质量保障体系 第二节国家有关实验动物的法规和规定 一、《实验动物管理条例》 二、《实验动物质量管理办法》 三、《实验动物许可证管理办法（试行）》 四、《关于善待实验动物的指导性意见》 第三节国家与实验动物相关法律法规规章及技术规范 一、《中华人民共和国动物防疫法》 二、《动物防疫条件审查办法》 （一）动物饲养场、养殖小区选址应当符合下列条件（二）动物饲养场、养殖小区布局应当符合下列条件（三）动物饲养场、养殖小区应当具备下列设施设备（四）动物饲养场、养殖小区应当有与其养殖规模相适应的执业兽医或者乡村兽医 （五）患有相关人兽共患传染病的人员不得从事动物饲养工作 （六）动物饲养场、养殖小区应当按规定建立免疫、用药、检疫申报、疫情报告、消毒、无害化处理、畜禽标识等制度及养殖档案

实验动物的固定方法

目录 1.目的 (2) 2.范围 (2) 3.引言、定义和缩略语 (2) 4.程序 (2) 4.1大鼠的捉持 (2) 4.2小鼠的捉持 (3) 4.3豚鼠的捉持 (3) 4.4兔的捉持 (3) 4.5犬的捉持 (4) 5.登记和归档 (5) 5.1登记 (5) 5.2归档 (5) 6.职责 (5) 7.培训 (5)

1. 目的 本条SOP的目的是建立并规范实验动物的捉持及固定方法，使操作程序标准化。 2. 范围 本条SOP适用于所有参加动物试验的操作人员。 3. 引言、定义和缩略语 实验动物的捉持分为：大鼠的捉持、小鼠的捉持、豚鼠的捉持、兔的捉持、犬的捉持。 4. 程序 4.1大鼠的捉持 1)包身法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使大鼠前肢固定在粗糙表面上，另一只手用拇指和另外4指从动物背部分别绕到动物的两侧腋下，将大鼠抓起（熟练者可不提鼠尾，直接将其抓住）。 2)提尾法：操作者用单手拇指和食指抓住动物尾根部提起。（图1） 图1 提尾法图2 固头法 3)固头法：操作者用单手拇指和食指抓住大鼠颈背部皮毛，使其头部固 定。（图2） 4)注意事项：不宜快速或突然抓取动物。对于有症状的大鼠，抓取时注

意避开其伤痛部位，避免增加动物痛苦。 4.2小鼠的捉持 1)双手法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙表面上（图4）。迅速用另一只手的拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指及掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图3）（图5）。 图3小鼠双手捉持法图4小鼠单手捉持法图5 小鼠单手捉持法 2)单手法：小鼠置于笼盖上，先用食指和拇指抓住鼠尾后，手掌尺侧和 小指夹住鼠尾，然后拇指与食指捏住颈部皮肤（图5） 3)提尾法：用单手拇指和食指捉持尾根部。此法适用于从小群体中或单 一个体中操作小鼠。 4)固头法：操作者一只手拇指和食指抓住动物尾部，另一只手拇指和食 指抓住动物颈背部皮毛，使动物头部被固定。 4.3豚鼠的捉持 豚鼠性情温和，不易咬人，用手轻轻握住身体即可抓起（图6）。 图6 豚鼠的捉持 4.4兔的捉持 操作者一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，

环境毒理学实验教案

青海大学生态环境工 程学院 环境毒理学实验报告 科目：环境毒理学 姓名：田成龙 学号：1200602036

实验一动物试验的一般操作技术 一、目的与要求 毒理学的许多试验研究，主要通过动物实验来进行。而实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。因此，毒理学实验工作者必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，这是保证试验工作成功的基本条件之一。本实验要求掌握动物的捉拿、固定、麻醉、编号、采血、处死方法和解剖检查。 二、实验内容和方法 （一）实验动物的捉拿和固定方法 1、小鼠：捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上。 2、大鼠：大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。 3、豚鼠：豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一

只手托住臀部。如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。 4、家兔：一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。 (二)实验动物的编号、标记和去毛方法 1、编号和标记方法：在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。标记的方法很多，但基本原则是：号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 （1）临时性标记： 染色法：染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的标记溶液有：①3％-5％苦味酸溶液（黄色）； ②0.5％中性红或品红溶液（红色）；③2％硝酸银溶液，(咖啡色，涂后需光照10min)；④煤焦油酒精溶液（黑色）；⑤龙胆紫溶液（紫色）。 涂漆或贴胶布：用油漆在动物角或体表涂漆进行标记，或用胶布贴在动物腿或翅上进行标记，也都是效果较好的临时性标记方法。 （2）半永久性标记： 挂牌法：挂牌法可用来标记多种动物，并多数将塑料、铝或钢片制成的牌固定在实验动物耳朵内侧面上作为标记。一般用于兔、豚鼠

动物实验方案设计

动物实验方案设计 动物实验指在实验室内，为了获得有关生物学、医学等方面的新知识或解决具体问题而使用动物进行的科学研究。以下小编为你整理了动物实验方案设计，希望对你有所参考帮助。 实验设计就是拟定实验方案，在进行科学研究时，对研究方案作合理的安排，以减少随机误差的影响。采用适当的研究实验次数，减少实验的成本并能对数据进行有效的分析，提高实验研究的可靠性，从而实现研究的目的。 研究设计包括专业设计与统计设计两个部分。统计设计主要是依据研究目的，从研究的现况条件出发，规定研究因素、选择效应指标、确定研究对象的引入方式方法和规模，拟实施的方法、方案，及数据收集、整理分析的模式，直至结果的解释，进行系统的安排，使其消耗最少的人力物力和时间，而获得可靠的信息与结论。 实验设计的基本要素为：实验单位、处理因素和实验效应。 (1)大多数情况下，实验单位等同于实验对象、受试对象，在动物实验中的动物即为实验单位。 (2)处理要素：是研究者根据研究目的施加于实验单位，在实验中需要观察并阐明其效应的因素，是实验单位分组的标志。而非处理因素则是指实验中非人为施加的、与处理因

素同时存在，同样可以使受试对象产生实验效应的因素，如实验动物的雌雄、体重等因素。突出研究因素的主导作用，排除混杂因素的干扰作用，可以通过相应的实验设计方法，尽量使非处理因素在各处理组中的分布达到一致或均衡，以便分离出处理因素的效应。另外，处理因素的施加方法、强度、频率和持续时间等，在整个实验中应始终保持不变，以保证实验结果评价的可靠性和稳定性；处理因素作用于受试对象的反应，是研究结果的最终体现，其基本要求客观性、特异性、灵敏性和精确性。 (3)实验效应：处理因素作用于实验动物后，出现实验效应，一般是用各种指标来反映的。指标按其性质可分为计数(含等级)指标和计量指标，计数指标如“是”“否”“有”“无”，“阳性”“阴性”，“痊愈”“显效”“好转”“无效”，“存活”“死亡”等。计量指标指可测量(含间接测量)的指标，如很多检查和检验指标。 在对指标进行观察时应注意： ①实验效应的观察应避免偏性。研究者的心理往往偏于阳性结果，为了消除或减少测量偏差，设计时常采用盲法。 ②应注意处理和效应的关系：处理与效应之间存在一定的关系，如剂量反应曲线。做实验应选择一个合适的实验剂量。 实验设计的三大原则即为重复(replication)、随机化

实验动物的选择与动物实验的设计说明

实验动物的选择和动物实验的设计 第一节实验动物选择基本原则 一、根据课题研究的目的、内容、水平选用相匹配的标准化动物 一切动物实验都是为科学研究服务的，选择实验动物首要的就是要根据研究的内容来选择实验动物。 蛙的大脑不发达，不可作高级神经活动的实验。但蛙的脊髓具有最简单的发射中枢，做神经反射弧实验，简单、直观、明确、容易分析。 二、必要的预试验有助于选择与本课题相适应的实验动物 动物预试验的作用在于： 1.初步观察动物是否适宜于本项目的研究 2.熟悉动物的生物学特性及饲养管理 3.检查与动物实验配套的实验条件、方法是否初步到位 三、充分利用与人具有某种相似性的实验动物 绝大多数生物学与医学研究的最终目的是要为人类服务的。因此在实际可能的情况下尽量选择那些生物学特征及解剖生理特点等与人类类似的实验动物。 一般来说，实验动物愈高等，进化程度愈高、其机能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人类。 猴、拂拂、猩猩、长臂猿等灵长目动物是最近似于人类的理想动物。 1.结构功能的相似性 2.时象或年龄状态的相似性 3.群体分布的相似性 在以群体为对象的研究课题，有时要考虑到选择与人群基因型及表现型分布类型相似的动物类别。主要是一些封闭群动物，如:KM小鼠，Wistar大鼠，毕格犬等。 4.生态或健康状况的相似性 在正常生命过程的研究中，找到与人类生态情况相似的替代模型非常重要。现有的不同微生物学质量级别的普通动物、清洁动物、SPF动物、无菌及悉生动物分别代表着不同的微生态模式并具有不同特点，适用于不同研究目的。 5.疾病特点的相似性

实验动物有许多自发或诱发性疾病能局部或全部地反映与人类类似的疾病过程及特点，可用于研究相关的人类疾病。 6.操作实感的相似性 外科手术性的操作模型中或教学示教中，常选择体型较大的动物。犬为首选。 四、除利用与人具有的相似性以外的实验动物选择原则 1.特殊性原则 由于物种之差异，各种动物之间存在基因型、组织型、代谢型、易感性等方面的差别，这种差异有时可作为研究课题所需的一种指标或特殊条件。 2. 易化原则 进化程度高或结构机能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。应依据易化原则选择那些结构功能简单而又反映研究指标特质的动物。 例如：在遗传研究中，用寿命短、繁殖快的果蝇取得了丰硕的成果，而同样方法若改用灵长目动物其难度是很难设想的。 有时为了删除系统作用背景对某器官或某功能进行研究，可用离体方法进行。3.相容或匹配原则 所谓“相容”或“匹配”是指所用动物的标准化品质应与实验设计、技术条件、实验方法等条件相适应。在设计实验时不但要了解实验仪器精度和灵敏性能。了解试剂的品质、性能以及试剂和仪器之间的匹配性能，也要了解动物或动物模型对实验手段的反应能力。 4.易获性原则 易获性是理想的实验动物条件之一。 虽然猫、狗、猪及灵长动物居于较高进化水平，各有其研究价值，尤其是灵长类动物在许多方面有不可替代的优越性。然而这些大动物则往往由于其较长生殖周期，低繁殖率、低产仔率等弱点而影响其易获性，因而亦影响其被选用，故通常不作首选。 5.重现性、均一性原则 重现性和均一性为实验结果质量品质所在。若实验结果不能再现或不稳定，则该

动物实验基本技术及实验动物管理法规

动物实验基本技术 (一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。此法采血每次可采0.5ml。 (二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。 (三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法 指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。 三、兔的采血方法 (一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。 (二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。 (三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。 (四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。 四、狗的采血方法 (一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。 (二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上 (三)颈静脉采血：前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。 (四)股动脉采血：本法为采取动脉血最常用的方法。操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。有时可能刺入静脉，必须重抽。抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3分钟。 第六节实验动物各种体液、骨髓的采集方法 一、消化液的采集 (一) 唾液 1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。 2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。 (二)胃液 1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，

动物实验技术教材

动物实验技术 第六章动物实验基本操作技术 第一节、实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定 ?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 ?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。 ?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢 的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。 ?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。 二、大鼠的抓取与固定 ?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。 ?手固定法：同小鼠。 ?手术固定法：同小鼠。 ?静脉给药或采血时同小鼠。

三、豚鼠的抓取与固定 ?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。 ?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用 手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 ?手术固定法：同大、小鼠。 四、家兔的抓取与固定 ?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。 ?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后 肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。 ?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。 ?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。 ?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。

实验动物尿液采集的标准操作规程

实验动物尿液采集的标准操作规程(SOP) 关键词：尿液采集操作规程 目的：采集各种实验动物的尿液,以用于实验 主体内容： 常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。 (一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。 由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。 (二)导尿法：常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后，固定于手术台上。由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。 (三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。此法适用于兔、狗等较大动物。 (四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。 (五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。 (六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。 (七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。 (八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。

实验动物的抓取固定方法

二、实验动物的抓取固定方法 正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。 （一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。人经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图11-1小鼠的抓取固定方法

图11-2 小鼠尾静脉注射方法 （二）大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。 （三）蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（图11-3）。 图11-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法

1常用实验动物的给药途径和方法

常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代及形态的变化，常需将药物注入动物体。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃。罐入速度要慢。

《动物实验伦理审查表》填写指导

《动物实验伦理审查表》填写指导 审查表审核经过预审-修改-初审-修改-终审过程。预审约7-10个工作日回复意见，课题组按要求修改后，提交专家进行初审，专家提供修改意见，课题组修改至初审合格后进行终审。终审通过后，进行IACUC编号。 1．实验名称：用科学的语言描述具体科学实验课题。 能合并填写的动物实验要合并申请（如，实验设计和操作相同的不同品系、药物的动物实验）。如果该申请的动物实验内容是大课题的一部分，请填写本部分动物实验附属的小课题的名称。 2．项目来源及编号： 填写项目名称编号或“自选课题”，项目来源，如省自然科学基金、国家自然科学资金、省科技平台建设等。 3．供试品信息： 供试品名称指该物质对动物实验的干预或造模等，有毒（害）物质指该物品是否有致癌、致突变、致畸，对实验环境是否有影响，属于有毒（害）物质，需阐明如何预防。 a.细胞系等，属于生物制品，请填写细胞名称及种属来源； b.高脂饲料造模，属于饲料，填写自制高脂饲料。 c.抑制剂、激动剂等药物，属于化学品、药品，填写品名全称。 4．拟实验时间： a.由于实验应在伦理审查通过后开展，所以建议拟实验时间至少在审查申请后三个月左右，需精确至月份； b. 拟实验时间须与实验计划尽量相符，避免过长或过短。 5．申请人信息：

申请人指填表人，信息要真实全面，不能缺漏，否则审查表填写出现问题时无法及时沟通反馈。（注意英文首字母大写） 6．项目负责人信息： 实验负责人指课题的负责人，一般为导师。信息要完备、真实。（注意英文首字母大写） 7．实验人员： a.必须有持实验动物从业人员上岗资格证的实验人员参与实验，否则无法通过审查。上岗证需填写完整格式：A证：为科研证，全称为（闽实动会字）第**号；B证为饲养证，全称为：（闽动管字办）第**号 b.实验过程，实验人员可以增加或改变，但要提交申请文件备案。 8．是否有关联项目通过审核： 如实填写，无或有，并备注项目名称，IACUC编号。 9．动物来源： 请根据实际情况填写；如有多个来源，必须填写多个。选择依据如下： 福建医科大学实验动物中心可提供清洁级ICR小鼠、清洁级SD大鼠二个品种大小鼠。许可证号：SCXK(闽)2016-0002。 国内其他饲养繁殖单位来源的动物（例如，上海斯莱克实验动物有限责任公司、北京维通利华实验动物技术有限公司等）以及国外进口的动物也需注明填写许可证号。 10．实验动物饲养设施： ①许可证号：SYXK(闽)2016-0006，设施地址：福建医科大学上街校区实验动物中心三层，适用范围：SPF级大小鼠。 ②许可证号：SYXK(闽)2016-0007，设施地址：福建医科大学上街校区实验动

动物实验基本操作

动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。 四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号 【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？ 动物实验基本操作二（给药途径、采血） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、采血实验顺利进行，要掌握根据不同的情况进行动物给药以及采血的正确方法。 【实验对象】SD大鼠（180-250g），KM小鼠（18-22g），雌雄各半。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、长钉、细绳、防护手套,灌胃针，注射器（1ml,5ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子

动物实验报告

实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液 吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 3.1.3用大鼠重复同样操作 3.2 注射给药 3.2.1皮下注射 3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3.2.1.3用大鼠重复同样操作 3.2.2腹腔注射 3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上， 3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 3.2.2.3用大鼠重复同样操作 3.2.3尾静脉注射 3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 3.2.3.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手 持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。 3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 3.2.3.4用大鼠重复同样操作

实验动物常用操作(抓取、麻醉、给药)

实验动物常用操作方法 1.小鼠的抓取与固定 抓取和固定是动物实验操作中一项最基本的技术，所有的动物实验都要涉及到。由于动物害怕陌生人接触其身体，对于非条件性的各种剌激会进行防御性反抗。因此，在抓取、固定前应对动物的生活习性有所了解，根据其生活习性采用相应的抓取固定方法。一般在抓取固定动物过程中首先慢慢友好地接近动物，并注意观察其反应，让动物有一个适应过程。抓取时的动作力求准确、迅速、熟练，争取在动物感到不安之前抓取到动物。 （1）抓取方法 习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠尾中部或基部抓住(不可抓尾尖)，并提起或放在左手上或笼盖表面。如下图。也可用尖端带有橡皮的镊子夹住小鼠的尾巴。抓取时需注意如果过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，力过小，动物头部能反转来咬伤实验者的手。因此实验者必须反复练习，熟练掌握。 （2）固定方法 ①徒手固定：右手抓取小鼠尾，将小鼠放在笼盖(或表面粗糙的物体)上，轻轻向后拉鼠尾。然后在小鼠向前挣脱时，用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。习惯用左手者，操作时可调整左右手。这类抓取方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等实验。

②固定板固定：小鼠麻醉后置小鼠固定板上，取仰卧位，用胶布缠粘四肢，再用针透过胶布扎在板上，从而将小鼠固定在小鼠固定板上。此方法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实验。 ③固定架固定：让小鼠直接钻入固定架里，封好固定架的封口，露出尾巴。此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。 ④简易固定：进行尾静脉注射或抽血时，如果没有这些固定装置，也可采用一种简易的办法。即倒放一个烧杯或其他容器，把小鼠扣在里面，只露出尾巴。然后酒精擦拭，暴露血管，注射或采样。这种烧杯或容器的大小和重量要适当，既能够压住尾部不让其活动，同时起到压迫血管的作用。 2.小鼠的麻醉方法 实验动物的麻醉就是用物理的或化学的方法，使动物全身或局部暂时痛觉消失或痛觉迟饨，以利于进行实验。 （1）麻醉类型与麻醉方法 实验动物的麻醉可分为全身麻醉和局部麻醉两种类型。全身麻醉的方法常用的主要有吸入麻醉和非吸入麻醉。局部麻醉的方法常用的是浸润麻醉。 ①吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体麻醉剂，由动物经呼吸道吸入体内从而产生麻醉效果的方法。吸入麻醉药物常见的有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等。乙醚麻醉的一般方法：将含有乙醚的棉球或纱布放入大烧杯内，将动物放入，用塑料薄膜或瓶皿封口，观察动物的行为。经过1-2min左右，开始时动物出现兴奋，继而出现抑制，自行倒下。当动物角膜反射迟钝、肌肉紧张度降低时，即可取出动物。如果动物逐渐开始恢复肌肉紧张(重新挣扎)，则重复麻醉一次，待平静后即可进行实验。当发现其倾斜后仍不能站立而跌倒，则说明已进入深度麻醉期，立刻取出动物。若实验时间长，可先将动物固定在实验台上，将