基层动物防疫人员血样采集注意事项

基层动物防疫人员血样采集注意事项

基层从事动物疫病防控工作，血样采集实际操作中需要注意的问题总结、归纳，主要注意的事项如下：

一、选择好最佳采血时间

要选择好采血时间与免疫日期的间隔。鸡新城疫、禽流感、猪瘟、牛羊口蹄疫在免疫21天后采血，猪口蹄疫、高致性猪蓝病在免疫后28天采血。因为疫苗接种后，动物体内产生稳定抗体水平，需要一定的时间和过程。

二、做好血样采集前的准备工作

采样前，准备好采样所需的物品和防护用品，，如酒精棉、一次性注射器、记号笔、自封袋、标签、胶皮手套、口罩、防护服、胶鞋、保温箱等。

三、采样前消毒，采样后止血

采血前用75%酒精棉球局部消毒，以避免畜禽因采血而发生局部感染；鸡的皮肤游离性比较大，采血后容易形成血肿，所以采血后，要搞好止血，把酒精棉球挤净，压迫采血部位，防止血流过多。

四、保证血清质量

获得符合卫生要求和高质量的血清是采血的关键。采血方法同静脉注射，只是静脉注射的方向是针头扎向近心端，而采血的方向则相反，针头扎向远心端，这样采血顺利。采血时应使血液沿采血管壁流入瓶中，不能让血液直冲瓶底或滴入瓶底，容易引起溶血。

采完的血不要将采血管立放，这样血清不易析出。要将采血管塞好后平放或斜放于容器中，血清就会自然析出，也可用离心机分离血清。血样采好后，在来回的拿取的过程中，要尽量避免振荡，防止溶血，影响监测结果。

五、保证采血样品量

在基层采血主要是作抗体效价的监测，一份血清可能做几种病的抗体效价监测，另外，有可能进行复查，所以血样一定要足。一般牛、猪、鸡血不少于3ml，血清量不少于1ml。

六、样品要有代表性

在同群中要随机抽样，不要挑着抽。更不要专挑那些不健康、消瘦。如果挑着采样，样品代表不了整体，监测的效果没有什么意义。抽样监测结果要代表群体，从抽样的抗体合格率率反应整体的合格率，只有随机才有代表性。

七、采样的标记要填写规范

采血完成后，务必把采血的容器用标记笔记上标号或粘贴编号，同时填写采样单，并一一对应。

采样单是对采样品种群基本情况的简要记录，一定要认真填写，包括畜主、饲养量、采样量、采样时间、免疫时间、疫苗种类、生产厂家、剂量都要一一填写完整。

八、样品的保存

血样采好后，标记、整理、归类，放入加有冰袋的保温箱或者保温瓶中24小时内带到实验室，及时做血清学分离。分离后24小时使用的冷藏保存，超过24小时的要冷冻保存。抗体监测是对免疫工作的一个检验，也是对防疫工作的检验，也有指导养殖户、养殖场制定科学免疫程序的一个重要依据，是动物防疫防控的基础和关键，而好的、有代表的样品是抗体监测的基础。所以，一定要做好样品的采集、运输和保存。

实验动物各种体液、骨髓的采集方法

一、消化液的采集 (一) 唾液 1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。 2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。 (二)胃液 1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。 2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。 (三)胰液和胆汁 在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。 有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。 二、脑脊液的采集 (一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。 (二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法 在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm)用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。 三、骨髓的采集 1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。 2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。操作人

实验动物从业人员上岗培训教材大纲

第一章实验动物科学概论 第一节实验动物科学的基本概念 一、实验动物科学 二、实验用动物 三、实验动物 四、实验动物的特征 （一）遗传背景明确 （二）对携带微生物和寄生虫实施监制 （三）在特定的环境条件下进行人工饲育 （四）应用范围明确 （五）实验动物与其他类动物区别的特征 第二节实验动物科学研究的基本范畴 一、实验动物生物学 二、实验动物环境生态学 三、实验动物遗传育种学 四、实验动物营养学 五、实验动物微生物学和寄生虫学 六、实验动物医学 七、比较医学 八、动物实验技术 九、动物实验伦理学 十、实验动物福利 十一、动物实验替代方法 第二章实验动物法制化、规范化管理的有关规定和标准 第一节我国实验动物工作法制化管理体系简介 一、实验动物工作管理体制 二、实验动物管理组织机构体系 三、实验动物管理法规标准体系 四、实验动物质量保障体系 第二节国家有关实验动物的法规和规定 一、《实验动物管理条例》 二、《实验动物质量管理办法》 三、《实验动物许可证管理办法（试行）》 四、《关于善待实验动物的指导性意见》 第三节国家与实验动物相关法律法规规章及技术规范 一、《中华人民共和国动物防疫法》 二、《动物防疫条件审查办法》 （一）动物饲养场、养殖小区选址应当符合下列条件（二）动物饲养场、养殖小区布局应当符合下列条件（三）动物饲养场、养殖小区应当具备下列设施设备（四）动物饲养场、养殖小区应当有与其养殖规模相适应的执业兽医或者乡村兽医 （五）患有相关人兽共患传染病的人员不得从事动物饲养工作 （六）动物饲养场、养殖小区应当按规定建立免疫、用药、检疫申报、疫情报告、消毒、无害化处理、畜禽标识等制度及养殖档案

标本采集方法及注意事项

临床常用检验标本的采集方法及注意事项 标本的来源，性质，采集方式不同，将直接影响临床检验结果的准确性。 1 血标本采集方法及注意事项 （1）采血时机：提前向病人讲解抽血化验检查的目的，方法和采集标本的时机，根据检验的不同要求，采血的时间也不同： 1）空腹抽血适宜作血糖，血脂，肝功能，肾功能，电解质等生化检验。禁食时间约12小时，时间过长易引起低血糖虚脱。 2）餐后2小时，上午8-9时抽血，可做血液内激素测定及餐后血糖测定。 3）急性心肌梗死发病后，16-24小时天门冬氨酸氨基转移酶(AST)，肌酸激酶（CK）达峰值；30-60小时乳酸脱氢酶(LDH)达峰值,维 持3-6d。 4）血清淀粉酶起病后6～12小时开始升高，12～24小时达到高峰，一般持续3～5天后下降，超过500U（Somogy法）即有确诊价值。 5）留取血细菌培养标本时，应在病人体温达38.5度以上时抽取血标本，阳性率较高。 （2）采血部位 1）动脉采血：常用采血部位股动脉，桡动脉，足背动脉等。由于动脉压力高，危险性较大，故采血后按压穿刺点5-10分钟。 2）静脉采血：是最常用的采血方法，可选择的表浅静脉多，要求护士必须严格无菌操作，避免感染，可选择较大的静脉穿刺，争取 一次操作成功。 3）毛细血管采血：只需很小量标本，多在手指，足趾或足跟等部位采血，如全血细胞计数，快速血糖，血脂等检验，或婴幼儿。（3）采血器材：a,注射器，B，真空采血器： （4）标本的类型：血标本有三类：即全血，血浆，血清。 1）全血：用抗凝剂。 2）血清：不用抗凝剂。常用于多种生化分析，如蛋白质，脂类，无机盐，酶，肝功能，肾功能检查。 3）血浆：有多种抗凝剂。用于红细胞积数，红细胞比容，血沉，血型鉴定，血红蛋白电泳，交叉配血等。 （5）操作重点 1）止血带的应用，一般止血带捆扎不要超过1分钟，时间过长，将影响结果。 2）当病人进行输液治疗时。切忌在有静脉穿刺针的肢体上采集血标本，以免影响检验的真实结果。 3）注射器采血后。应先取下针头后再沿试管壁将血液缓慢地注入试管中。 4）操作完毕按要求处理注射器等污染物品。 5）有抗凝剂的血标本要充分摇匀，防止凝血。 尿标本采集方法及注意事项 方法： （1）导尿法：用导尿管导尿，取10—15毫升尿业盛于无菌容器中送检。

微生物检验标本的正确采集及注意事项

微生物检验标本的正确采集及注意事项 正确采集临床微生物标本，直接影响到微生物培养鉴定结果。据相关统计：微生物标本的检测误差来源：80%来源于分析前20%来源于分析中和分析后其它检验样本的检测误差来源：45%分析前10%分析中（仪器））45%分析后.检验标本采集质量控制的重要性,分析前的误差来源所占比例的这个数据是惊人的，在我们的大型医院都存在这个问题，而在我们医院应该不会低于这个数据。 可靠的检验结果可以指导临床诊断治疗，为临床科学用药和成功的感染控制提供依据，是正确、合理使用抗菌药物，延缓细菌耐药，减少抗菌药物滥用和监测医院感染的第一步，也是最重要的一步。为此应正确采集各种细菌学标本。 一、血液标本的采集 1、采集方法 （1）75%酒精清洁局部皮肤。 （2）待皮肤干后，再用2%—2.5%碘酒从穿刺点中心部位开始消毒，范围不应小于5cm （直径），且不能用手指触摸消毒后的皮肤。 （3）皮肤碘酒干后（约1min），穿刺采集血液，采血量成人5-10ml，婴幼儿1-5ml。 （4）采血后立即在床旁接种培养瓶，并迅速轻摇，充分混匀防止凝固，但又不可剧震以防溶血。 2、注意事项 （1）怀疑菌血症应尽早采血，体温上升（38.5℃）采血可提高阳性率，但也要防止因等待而延误时机。 （2）对已经使用抗菌药物，而又不能停药者，应在抗菌药物浓度最低时采集也即在下次用药前采血。切忌不要在静滴抗菌药物的静脉处采取血标本，也不能从静脉导管及动脉插管中取血。 （3）培养基与血液之比以10:1为宜，以稀释血液中的抗生素，抗体等杀菌物质；有人主张对接受抗菌药物治疗的病人，培养基与采血量之比可为20:1或大于这个比例。 （4）近年研究表明，将血液注入血培养基前，更换针头反而易导致污染。 （5）每例至少采血两次，间隔0.5-1h，以利于提高阳性率和区分感染菌与污染菌。 （6）疑为细菌性心内膜炎及布鲁氏病的病人，以肘动脉或股动脉采血为宜，除在发热期采血外，并要多次采血（24h 3-4次）和增加采血量（可增加10ml）。 （7）采血后立即送检，如不能立即送检可置室温，而不能放置冰箱。 （8）如临床表现很似败血症，而血培养多次阴性者，提示考虑厌氧菌和真菌感染的可能。 二、呼吸道 1、痰标本 （1）采集方法 ①清晨起床后用凉开水漱口多次，以除去口腔内大量杂菌，用力咳出肺深部的脓痰，置于清洁干燥容器中或无菌管中送检。 ②痰量极少者可用45℃ 3%-10%的氯化钠溶液约25ml雾化。对于咯痰量少的幼儿，可轻轻压迫胸骨上部的气管，当其咯痰后用无菌棉棒采集标本。

环境毒理学实验教案

青海大学生态环境工 程学院 环境毒理学实验报告 科目：环境毒理学 姓名：田成龙 学号：1200602036

实验一动物试验的一般操作技术 一、目的与要求 毒理学的许多试验研究，主要通过动物实验来进行。而实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。因此，毒理学实验工作者必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，这是保证试验工作成功的基本条件之一。本实验要求掌握动物的捉拿、固定、麻醉、编号、采血、处死方法和解剖检查。 二、实验内容和方法 （一）实验动物的捉拿和固定方法 1、小鼠：捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上。 2、大鼠：大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。 3、豚鼠：豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一

只手托住臀部。如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。 4、家兔：一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。 (二)实验动物的编号、标记和去毛方法 1、编号和标记方法：在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。标记的方法很多，但基本原则是：号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 （1）临时性标记： 染色法：染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的标记溶液有：①3％-5％苦味酸溶液（黄色）； ②0.5％中性红或品红溶液（红色）；③2％硝酸银溶液，(咖啡色，涂后需光照10min)；④煤焦油酒精溶液（黑色）；⑤龙胆紫溶液（紫色）。 涂漆或贴胶布：用油漆在动物角或体表涂漆进行标记，或用胶布贴在动物腿或翅上进行标记，也都是效果较好的临时性标记方法。 （2）半永久性标记： 挂牌法：挂牌法可用来标记多种动物，并多数将塑料、铝或钢片制成的牌固定在实验动物耳朵内侧面上作为标记。一般用于兔、豚鼠

动物实验基本技术及实验动物管理法规

动物实验基本技术 (一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。此法采血每次可采0.5ml。 (二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。 (三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法 指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。 三、兔的采血方法 (一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。 (二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。 (三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。 (四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。 四、狗的采血方法 (一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。 (二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上 (三)颈静脉采血：前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。 (四)股动脉采血：本法为采取动脉血最常用的方法。操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。有时可能刺入静脉，必须重抽。抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3分钟。 第六节实验动物各种体液、骨髓的采集方法 一、消化液的采集 (一) 唾液 1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。 2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。 (二)胃液 1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，

标本采集方法及注意事项

临床常用检验标本的采集方法及注意事项 医学检验又称临床检验，是指通过感官观察，试剂反应，仪器分析等，对离体标本如体液，分泌物，排泄物和脱落物进行的检验。它为临床诊断，病情判定，疗效观察，预后评估等提出实验数据。 检验结果的准确与否，与病人采样前的状态，准备，取样方法和标本携带等因素有关。临床护士必须掌握各种检验标本采集的方法，时间，饮食的要求，药物的影响，标本的存放温度及采集标本时的体位等状况。为此，护士要有对病人负责的精神，科学的工作态度，严谨的工作作风，一丝不苟地做好临床标本的采集工作，并根据本地区或本医院所提供的正常参考值及临床表现进行结果判断，为治疗护理提供参考依据。 各种标本采集的注意事项的重要意义 护士承担着大多数标本的采集任务，由于标本的来源，性质，采集方式不同，将直接影响临床检验结果的准确性。因此，护士必须熟悉自己所在单位有关实验室的情况，明确采集标本的要求，以保证标本质量，为临床诊断提供可靠依据。 1 血标本采集方法及注意事项 采血时机：提前向病人讲解抽血化验检查的目的，方法和采集标本的时机，解除病人的恐惧或焦虑，安慰病人，使之处于安定状态，避免因精神-体液变化影响检验的结果。根据检验的不同要求，采血的时间也不同： 空腹抽血适宜作血糖，血脂，肝功能，肾功能，电解质等生化检验。禁食时间约12小时，时间过长易引起低血糖虚脱。 餐后2小时，上午8-9时抽血，可做血液内激素测定及餐后血糖测定。 急性心肌梗死发病后，16-24小时天门冬氨酸氨基转移酶(AST)，肌酸激酶（CK）达峰值；30-60小时乳酸脱氢酶(LDH)达峰值,维持3-6d。 急性胰腺炎发作后2-12小时血清淀粉酶开始上升，12-72小时达高峰，4小时左右恢复正常。留取血细菌培养标本时，应在病人体温达38.5度以上时抽取血标本，阳性率较高。 采血部位 动脉采血：常用采血部位股动脉，桡动脉，足背动脉等。由于动脉压力高，危险性较大，故采血后按压穿刺点5-10分钟。 静脉采血：是最常用的采血方法，可选择的表浅静脉多，要求护士必须严格无菌操作，避免感染，可选择较大的静脉穿刺，争取一次操作成功。 毛细血管采血：只需很小量标本，多在手指，足趾或足跟等部位采血，如全血细胞计数，快速血糖，血脂等检验，或婴幼儿。 采血器材：a,注射器，瓶塞，玻璃或塑料试管，防腐剂，抗凝剂，标签等。B，真空采血器：以不同彩色标记各种试管盖，用于不同实验。（我院常用的真空采血管规格及标志） 添加剂：一般分防腐剂和抗凝剂二类。常用抗凝剂有乙二胺四乙酸（EDTA）二甲抗凝，枸橼酸盐，草酸钠（钾）均系与钙作用而抗凝；肝素则抑制凝血酶活性而有抗凝作用，用于血PH，血气，内分泌激素，氨基酸，药物浓度，6-磷酸葡萄糖，染色体等检查。用抗凝试管时，每管的抗凝剂与采血最大量有关，要求与血液充分混匀，不够可致血液凝固。 标本的类型：血标本有三类：即全血，血浆，血清。 全血：用抗凝剂。 血清：不用抗凝剂。常用于多种生化分析，如蛋白质，脂类，无机盐，酶，肝功能，肾功能检查。 血浆：有多种抗凝剂。用于红细胞积数，红细胞比容，血沉，血型鉴定，血红蛋白电泳，交

临床常用检验标本的采集方法及注意事项

临床常用检验标本的采集方法及注意事项 1 血标本采集方法及注意事项 （1）采血时机：提前向病人讲解抽血化验检查的目的，方法和采集标本的时机，根据检验的不同要求，采血的时间也不同： 1）空腹抽血适宜作血糖，血脂，肝功能，肾功能，电解质等生化检验。禁食时间约12小时，时间过长易引起低血糖虚脱。 2）餐后2小时，上午8-9时抽血，可做血液内激素测定及餐后血糖测定。 3）急性心肌梗死发病后，16-24小时天门冬氨酸氨基转移酶(AST)，肌酸激酶（CK ）达峰值；30-60小时乳酸脱氢酶(LDH)达峰值, 维持3-6d 。 4）血清淀粉酶起病后6～12小时开始升高，12～24小时达到高峰，一般持续3～5天后下降，超过500U （Somogy 法）即有确诊价值。 5）留取血细菌培养标本时，应在病人体温达38.5度以上时抽取血标本，阳性率较高。 （2）采血部位 1）动脉采血：常用采血部位股动脉，桡动脉，足背动脉等。由于动脉压力高，危险性较大，故采血后按压穿刺点5-10分钟。 2）静脉采血：是最常用的采血方法，可选择的表浅静脉多，要求护士必须严格无菌操作，避免感染，可选择较大的静脉穿刺，争取一次操作成功。 3）毛细血管采血：只需很小量标本，多在手指，足趾或足跟等部位采血，如全血细胞计数，快速血糖，血脂等检验，或婴幼儿。 （3）采血器材：a, 注射器， B ，真空采血器： （4）标本的类型：血标本有三类：即全血，血浆，血清。 1）全血：用抗凝剂。 2）血清：不用抗凝剂。常用于多种生化分析，如蛋白质，脂类，无机盐，酶，肝功能，肾功能检查。 3）血浆：有多种抗凝剂。用于红细胞积数，红细胞比容，血沉，血型鉴定，血红蛋白电泳，交叉配血等。 （5）操作重点 1）止血带的应用，一般止血带捆扎不要超过1分钟，时间过长，将影响结果。 2）当病人进行输液治疗时。切忌在有静脉穿刺针的肢体上采集血标本，以免影响检验的真实结果。 3）注射器采血后。应先取下针头后再沿试管壁将血液缓慢地注入试管中。 4）操作完毕按要求处理注射器等污染物品。 5）有抗凝剂的血标本要充分摇匀，防止凝血。 2.尿标本采集方法及注意事项 方法： （1）导尿法：用导尿管导尿，取10—15毫升尿业盛于无菌容器中送 检。 中段尿采集法：是临床上采用最多的方法。女性病人以肥皂水或1：1000新洁尔灭或其它消毒液等冲洗外阴部及尿道口；男性病人应翻转包皮冲洗，用1：1000新洁尔灭消毒尿道口，再用灭菌纱布擦干，让病人排尿，弃去前段尿，收集中段尿10-20毫升于无菌容器内，立即加盖送检。 尿标本采集注意事项： （1）尿常规，妊娠实验等最好留取清晨第一次尿液为宜，因为较浓缩，条件恒定，便于对比，故应向病人详细说明。急诊病人应随时留取标本。

实验动物尿液采集的标准操作规程

实验动物尿液采集的标准操作规程(SOP) 关键词：尿液采集操作规程 目的：采集各种实验动物的尿液,以用于实验 主体内容： 常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。 (一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。 由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。 (二)导尿法：常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后，固定于手术台上。由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。 (三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。此法适用于兔、狗等较大动物。 (四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。 (五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。 (六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。 (七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。 (八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。

血液标本的采集方法及注意事项

血液标本的采集方法及注意事项 生化检验用的血液标本可来自于静脉、动脉或毛细血管。静脉血是最常用的标本，静脉穿刺是最常用的采血方法。毛细血管采血主要用于儿童，血气分析多使用动脉血。 （一）静脉采血法 1.采血步骤 采血前要核对病人姓名、年龄、性别、编号及检验项目等，按试验项目要求，准备好相应的容器，如空白试管、抗凝管或促凝管等。病人应取坐位或卧位，采血部位通常是前臂肘窝的正中静脉。若用普通采血法，采血后应取下针头，将血液沿管壁缓慢注入试管内。 2.注意事项 （1）很多生化成分受膳食影响，因此，采血前要确认病人是否空腹。 （2）避免充血和血液浓缩：采血时应动作迅速，尽可能缩短止血带使用时间。用止血带压迫时间最好不超过半分钟，否则将使生化结果升高或下降。 （3）若病人正在进行静脉输液，不宜在输液同侧手臂采血；若女性病人做了乳腺切除术，应在手术对侧手臂采血。 （4）采血的体位：体位改变可引起一系列的生理变化，使血液中的许多指标发生改变。一般采取直立位采血，其二标本的测定值比卧位高5％～15％。因此，采血时要注意保持正确的体位（坐位或卧位），以及体位的一致性。 （5）采血时只能向外抽，决不能向静脉内推，以免注入空气，形成气栓而造成严重后果。 （6）防止溶血：造成溶血的因素有注射器和容器不干燥、不清洁；穿刺不顺利，组织损伤过多；淤血时间过长；抽血速度太快；血液注入容器时未取下针头或注入速度过快产生大量泡沫；震荡过于剧烈等。若用普通注射器采血后，未取针头直接将血注入真空管内，也易造成溶血。体内溶血属合格标本，但应在报告单上注明。 （二）动脉采血法 肱动脉、股动脉、桡动脉以及其它任何部位的动脉都可以作为采血点，但多选择肱动脉和桡动脉。在摸到明显搏动处，按常规消毒，左手固定搏动处，右手持注射器，针头成60°角刺入，血液将自动进入注射器内。 （三）真空采血法 双向针一端插入真空试管内，另一端在持针器的帮助下刺入静脉，血液在负压作用下自动流入试管内。由于在完全封闭状态下采血，避免了血液外溢引起的污染，并有利于标本的转运和保存。标准真空采血管采用国际通用的头盖和标签颜色显示采血管内添加剂种类和试验用途。

护理7种常用标本采集

护理7种常用标本采集 正确的检验结果对疾病的诊断、治疗和预后判断具有非常重要的意义,而正确的检验结果与正确采集标本关系密切。作为标本采集者，护士应了解各种检验的目的，掌握正确采集标本的方法，采集过程中严格执行查对制度、遵守无菌技术操作原则及标准预防措施，以保证检验结果的准确性。 一、血标本采集 （一）评估和观察要点。 1.评估患者病情、意识及配合程度，需空腹取血者了解是否空腹。 2.评估穿刺部位皮肤、血管状况和肢体活动度。 （二）操作要点。 1.真空采血法：根据标本类型选择合适的真空采血管，将采血针与持针套连接，按无菌技术操作规程进行穿刺，见回血后，按顺序依次插入真空采血管。 2.注射器直接穿刺采血法：根据采集血标本的种类准确计算采血量，选择合适的注射器，按无菌技术操作规程进行穿刺。采集完成后，取下注射器针头，根据不同标本所需血量，分别将血标本沿管壁缓慢注入相应的容器内，轻轻混匀，勿用力震荡。 3.经血管通路采血法：外周血管通路仅在置入时可用于采血，短期使用或预期使用时间不超过48h的外周导管可专门用于采血，但不能给药。采血后，血管通路要用足够量的生理盐水冲净导管中的残余血液。（三）指导要点。

1.告知患者血标本采集的目的及配合方法，如需空腹采血应提前告知。 2.告知患者按压穿刺部位及按压时间。 （四）注意事项。 1.在安静状态下采集血标本。 2.若患者正在进行输液治疗，应从非输液侧肢体采集。 3.同时采集多种血标本时，根据采血管说明书要求依次采集血标本。 4.采血时尽可能缩短止血带的结扎时间。 5.标本采集后尽快送检，送检过程中避免过度震荡。 二、血培养标本采集 （一）评估和观察要点。 1.评估病情、治疗、心理状态及配合程度。 2.了解寒颤或发热的高峰时间。 3.了解抗生素使用情况。 4.评估穿刺部位皮肤、血管状况和肢体活动度。 （二）操作要点。 1.注射器直接穿刺采血法（同血标本采集）。 2.经血管通路采血法（同血标本采集）。 3.经外周穿刺的中心静脉导管取血法：取1支注射器抽生理盐水20ml 备用，另备2支注射器。取下肝素帽，连接1支空注射器，抽出5ml 血液弃去；如正在静脉输液中，先停止输液20s，再抽出5ml血液弃去。另接1支注射器抽取足量血标本。然后以生理盐水20ml用注射器以脉冲式冲洗导管。消毒导管接口，清除残留血迹。连接肝素帽或

《动物实验伦理审查表》填写指导

《动物实验伦理审查表》填写指导 审查表审核经过预审-修改-初审-修改-终审过程。预审约7-10个工作日回复意见，课题组按要求修改后，提交专家进行初审，专家提供修改意见，课题组修改至初审合格后进行终审。终审通过后，进行IACUC编号。 1．实验名称：用科学的语言描述具体科学实验课题。 能合并填写的动物实验要合并申请（如，实验设计和操作相同的不同品系、药物的动物实验）。如果该申请的动物实验内容是大课题的一部分，请填写本部分动物实验附属的小课题的名称。 2．项目来源及编号： 填写项目名称编号或“自选课题”，项目来源，如省自然科学基金、国家自然科学资金、省科技平台建设等。 3．供试品信息： 供试品名称指该物质对动物实验的干预或造模等，有毒（害）物质指该物品是否有致癌、致突变、致畸，对实验环境是否有影响，属于有毒（害）物质，需阐明如何预防。 a.细胞系等，属于生物制品，请填写细胞名称及种属来源； b.高脂饲料造模，属于饲料，填写自制高脂饲料。 c.抑制剂、激动剂等药物，属于化学品、药品，填写品名全称。 4．拟实验时间： a.由于实验应在伦理审查通过后开展，所以建议拟实验时间至少在审查申请后三个月左右，需精确至月份； b. 拟实验时间须与实验计划尽量相符，避免过长或过短。 5．申请人信息：

申请人指填表人，信息要真实全面，不能缺漏，否则审查表填写出现问题时无法及时沟通反馈。（注意英文首字母大写） 6．项目负责人信息： 实验负责人指课题的负责人，一般为导师。信息要完备、真实。（注意英文首字母大写） 7．实验人员： a.必须有持实验动物从业人员上岗资格证的实验人员参与实验，否则无法通过审查。上岗证需填写完整格式：A证：为科研证，全称为（闽实动会字）第**号；B证为饲养证，全称为：（闽动管字办）第**号 b.实验过程，实验人员可以增加或改变，但要提交申请文件备案。 8．是否有关联项目通过审核： 如实填写，无或有，并备注项目名称，IACUC编号。 9．动物来源： 请根据实际情况填写；如有多个来源，必须填写多个。选择依据如下： 福建医科大学实验动物中心可提供清洁级ICR小鼠、清洁级SD大鼠二个品种大小鼠。许可证号：SCXK(闽)2016-0002。 国内其他饲养繁殖单位来源的动物（例如，上海斯莱克实验动物有限责任公司、北京维通利华实验动物技术有限公司等）以及国外进口的动物也需注明填写许可证号。 10．实验动物饲养设施： ①许可证号：SYXK(闽)2016-0006，设施地址：福建医科大学上街校区实验动物中心三层，适用范围：SPF级大小鼠。 ②许可证号：SYXK(闽)2016-0007，设施地址：福建医科大学上街校区实验动

血标本采集及注意事项

血标本采集及注意事项 开头： 一直以来我们临床护士能发现关于血液标本的很多问题，经常会接到检验科来电哪个哪个标本需要重新抽取。虽然说标本从抽取到送检到完成检验过程中有很多环节可能造成血液标本问题的出现，但是从我们临床护理本身来讲，我们能做到的就是严格控制我们自身操作来减少不合格标本的产生。这样一来减少我们临床护理反复留取标本带来的工作量，二来减少病人反复穿刺带来的痛苦，甚至减少不必要的沟通隐患。 4. 这是前一时期，我院检验科连续三个月汇总的不合格标本原因分析，大家看溶血、凝血和乳糜血总共占了全部不合格标本的79% ，并且这三种发生的几率也比较接近。还有一小部分的如条码重复打印，信息与申请不符，空管等等。。。 6. 溶血的标本红细胞内容物逸出，导致生化检测有很多项目都异常，从这个实验结果我们可以看出除了LDH 、K+ 、GLU 有轻度的下降外，其他项目均有不同程度的升高，因此，为保证检验结果的准确性，检验科一旦发现标本溶血，是会让我们重新留取标本的。因此，为避免不必要的麻烦，我们在送走标本之前，若发现标本溶血，最好，自己再重新采一次血，那么什么样的标本算溶血标本呢？ 7.

溶血分为轻度溶血与重度溶血，轻度溶血表现为：重度溶血表现为：，我们一旦发现标本呈现以上两种的任意一种，就需要重新留取标本了。为了避免标本反复溶血，减轻我们的工作量，我们总结了一些经验，希望能对大家有所帮助。 8. 其中体内的溶血除了患者本身的疾病因素外，例如溶血性疾病（如AB0 溶血）黄疸性疾病、菌血症、DIC 、严重外伤等有一部分是我们操作的原因，我们是可以进行干预的。 9. 使用止血带的目的是为了增加浅表静脉的充盈程度但止血带使用时间达到 1min 后，侧枝循环开放，充盈度开始下降，2min 后，浅表静脉淤血中的红细胞由于无氧代谢的原因会发生老化，脆性增加，发生溶血，同时血液本身的乳酸ph 值等多项生化指标也会出现偏差，影响化验结果。有研究显示使用止血带全程采血且超过1min 组与穿刺成功后即撤除止血带组，无论溶血率还是化验值均有显著性差异。10. 静脉充盈度不够的时候，护士抽血成功率是显著降低的，为此一些护士喜欢在绑好止血带后拍打抽血部位的血管，提高充盈程度，这样做会造成红细胞在血管内的溶血。 11. 负压过大会使血液流动过快，红细胞的动量过大这样制动的冲量也会 过大，在反应时间不变的前提下，红细胞破碎几率增加。举一个例子我们的

血标本采集方法及注意事项

血标本采集方法及注意事项 外科王爽 血标本采集分为静脉血标本和动脉血标本. 静脉血标的采集法 【目的】 1、采全血标本测定血液中某些物质的含量，如肌酐、肌酸、尿素氮，血糖等。 2、采血清标本测定血清酶，电解质、肝功能、脂类等。 3、采血培养标本培养血液中的致病菌。 【用物准备】 基础消毒盘、无菌注射器、采血针、标本容器、止血带、垫巾。 【操作方法】 1、核对床号、姓名等。 2、向病人解释，以取得合作。 3、选择合适静脉，铺垫巾，穿刺处上部约6cm处系止血带，消毒 皮肤。 4、左手拇指绷紧静脉下端皮肤，右手持注射器针头斜面向上，与皮 肤成20℃角进针，刺入静脉，见回血后抽出适量血液。 5、松开止血带，以干棉签置穿刺点处迅速拔出针头，按压局部片刻。 6、根据检查目的不同将标本置于不同容器中。 7、采全血标本时，取下针头，慢慢注入抗凝管中，轻轻转动试管防 止血液凝固

8 、取血清标本时，取下针头，缓慢注入干燥试管中，勿将泡沫 注入；避免震荡，防止红细胞破裂。 9、采血培养标本时，先将密封瓶纸撕开，取血后将取血口棉塞取 出，讯速在酒精灯上火焰上消毒瓶口，将血液注入培养瓶中轻轻摇匀，再将瓶塞在火焰上消毒后塞好。 10、清理用品，标本连同化验单及时送检。 【注意事项】 1、如一次穿刺失败，重新穿刺需要换部位及注射器。 2、需空腹采血时，应提前通知病人。 3、根据检查目的不同选择适宜容器。 4、严禁在输液、输血针头处抽取血标本。 5、如同时抽取不同种类的血标本，应先注入血培养瓶再注入抗凝 管，最后注入干燥试管。 动脉血标本采集法 【目的】 1、动脉血气分析。 2、采血做细菌培养。 【用物准备】 基础消毒盘、0.5ml肝素，5ml注射器、橡胶塞各1个，无菌纱布。【操作方法】 1、查对床号、姓各等。 2、向病人解释，以取得合作。

动物实验报告

实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液 吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 3.1.3用大鼠重复同样操作 3.2 注射给药 3.2.1皮下注射 3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3.2.1.3用大鼠重复同样操作 3.2.2腹腔注射 3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上， 3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 3.2.2.3用大鼠重复同样操作 3.2.3尾静脉注射 3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 3.2.3.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手 持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。 3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 3.2.3.4用大鼠重复同样操作

动脉血标本采集流程及注意事项

动脉血气标本采集流程及注意事项血气分析结果直接影响到对患者呼吸功能及酸碱平衡紊乱的诊断和治疗，因此动脉 采血流程要规范化、标准化。 （一）动脉血气标本采集流程： 一、动脉采血前准备： 1 患者评估和准备：动脉采血前准确核对患者身份，身体状况，评估穿刺部位皮肤及动脉搏动情况。采血前向患者解释动脉采血目的及穿刺方法，减少患者紧张，取得患者配合。 2 采血物品准备：专业安全型动脉采血器一支，碘伏消毒棉签或异丙醇棉球，无菌干棉签或无菌纱布，弯盘等。 二、动脉穿刺部位的选择： 1最常用和首选桡动脉，因为其有丰富的侧支循环，动脉表浅，穿刺方便，易于固定和穿刺后按压止血。其他可选择的部位依次是肱动脉、股动脉、足背动脉。 2 改良案例Allen实验呈阳性。 三、采血： 1 采集动脉血气标本要用专业安全型动脉血气采血器，先把3ML的动脉血气针的针栓推到底然后再拉回到处，让抗凝剂在管壁均匀分布，减少凝血机会。 2 根据患者病情取平卧位或半卧位，手掌向上伸展手臂，腕部外展30度绷紧，手指自然放松。必要时可以使用毛巾卷或小枕头以帮助腕部保持过伸和定位。 3 操作者左手食指、中指，定位桡动脉搏动最明显部位。 4 常规消毒穿刺区皮肤和操作者的食指和中指，消毒区域以穿刺点为中心直径应在5CM以上。 5 以斜刺或直刺方法进行动脉穿刺，见血后固定针头，待动脉血自动充盈针管至位置后拔针。 6 拔针后，局部立即用无菌棉签或纱布按压穿刺部位3-5分钟，股动脉按压10-15分钟以上。松开后立即检查穿刺部位，如未能止血需重复此步骤直至完全止血。 四、采血后要求： 1采血成功后，在按压止血的同时，立即单手启动采血器上的安全卡扣，防止针刺伤的发生。 2将针头旋下换上安全帽，观察标本中有无气泡，如有气泡立即排除。 3把标本垂直颠倒5次，平行揉搓5秒钟以上，保证样本充分抗凝。 五、样本的运输和送检： 以手持方式运送标本，标本应在15分钟内立即送检，不能立即送检的可暂时保存在冰箱冷藏层中，15-30分钟内送检。 ※注意事项： 1 送检时请在《执行项目附加单》背面注明患者采血时间、用氧方式、用氧浓度、体温等患者情况。 2 使用呼吸机者，患者需稳定20-30分钟以后再进行动脉采血。 3 血气针采集过程中或充盈不足时严禁拉动针栓，以免气泡产生。 4 尽量采集血标本,以保证最佳的抗凝效果。 4 为保证离子检测数值的准确性不建议用血气标本检测离子值。 5 确认为动脉血方可送检，如怀疑为静脉血应重采血标本。 6 如动脉血标本采集过程不顺利，应考虑重采血标本。

实验动物尿液采集的标准操作规程

关键词：尿液采集操作规程 目的：采集各种实验动物的尿液,以用于实验 主体内容： 常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。 (一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。 由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。 (二)导尿法：常用于雄性兔、狗。动物轻度麻醉后，固定于手术台上。由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。 (三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。此法适用于兔、狗等较大动物。 (四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。