小鼠腹腔注射的方法与技巧

常见小鼠给药和采血方法

小鼠灌胃 小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入； 二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1.准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3.抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4.灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1.小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3.尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4.小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。 小鼠静脉注射 这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。 操作步骤： 1.首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。 还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2.固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。

常见小鼠给药及采血方法

常见小鼠给药及采血方法 小鼠灌胃 小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入； 二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。 小鼠静脉注射

小鼠注射

一、小鼠腹腔注射： 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。液体外漏的主要原因是抓取小鼠时，腹部过紧而致腹内压过高所致，应该紧抓颈部但使其腹部皮肤松软，此时进针注射，不会外漏。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg 二、皮下注射给药 将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。 三、皮内注射给药 将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。 四、肌肉注射给药 小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超0.1ml/10g体重。 五、静脉注射给药

腹腔注射

腹腔注射 【定义】：腹腔注射是将药物注入胃肠道浆膜以外，腹膜以内．其吸收速度较快（2小时左右）。 【适应症】：人不常应用，有时可以作为特殊治疗手段，如多巴胺、速尿联合腹腔注射治疗肝硬化顽固性腹水。当猪只较小而难以寻找耳静脉时，或天冷皮肤血管收缩或猪处于贫血消瘦情况血管不明显时，可以通过腹腔注射补液．以防脱水死亡，因下痢脱水1/3以上即有生命危险． 【操作步骤】：小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 【禁忌】：⒈忌不等渗液体，如50%葡萄糖。 ⒉药液须加温至体温 ⒊选用无刺激性药液，忌葡萄糖酸钙等。 ⒋油乳剂，有沉淀，半固体药物不宜腹腔注射。 【优点】：操作方便，任何动物不论大小都可腹腔注射。腹膜面积大.密布血管和淋巴管,吸收能力特强,每小时可吸收占动物体重3%~8 %的液体.且腹腔补液时间短,速度快大号针头2分钟即可输入500毫升药液,还不考虑心脏超负荷。【其他声音】：某些兽医认为腹腔注射液不宜过大，20KG的猪20-30ml，30kg 的猪40ml，50kg的猪50ml。 【个人体会】：一般情况下，输入体重5%的适宜液体是安全可靠的。

小鼠腹腔注射LD50的测定标准操作规程(SOP)

小鼠腹腔注射LD50的测定标准操作规程(SOP) 点击次数：1208 作者：leancao 发表于：2008-08-22 00:00转载请注明来自丁香园 来源：丁香园 【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察受试药品一次给予动物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。 【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指标。若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。 【器材】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸。 【药品】盐酸普鲁卡因 【动物】18～22g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不禁水。 【方法】 1.预试验目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂量。一般是取小鼠9～12只，分3～4组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%～80%死亡率的剂量范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（D

min）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax）290mg/kg。 2.剂量计算及药液配制 (1)剂量计算 根据预试结果找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则各组剂量为Dma x·rk-1，k为第几组，一般选用4～5组动物，r为0.6～0.85为宜。 例已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg，Dmax=290mg/kg 当n=6时，r=0.84, 各组剂量为： 1. 290 mg/kg 2. 290 mg/kg×0.84 = 24 3.6mg/kg 3. 290 mg/kg×0.842= 20 4.6mg/kg 4. 290 mg/kg×0.843= 171.9mg/kg 5. 290 mg/kg×0.844= 144.4mg/kg 6. 290 mg/kg×0.845= 121.3mg/kg （2）药液配制 ①药源充足时的配药方法 最高浓度药液（母液）的配制

病毒性心肌炎小鼠模型(含腹腔注射)

雄性BALB/c小鼠病毒性心肌炎模型 1.CVB3的繁殖和扩增 将100ul CVB3原液加入约80%满的Hela细胞培养瓶中，48h后收集培养（此时细胞几乎全部死亡，培养液黄而清亮）。 将收集到的上清反复冻融（-70度冰箱放置15min，室温放置30min，如此反复三次），3000转/分离心20分钟，去沉渣，留上清，分装于500ul EP管中，200ul/管，此即新制备的病毒原液。 2.CVB3 TCID50测定 将CVB3病毒液以10倍梯度稀释法稀释成10-1-10-10，将Hela细胞以103/100 l/孔加入96孔培养板中，于37℃培养至约80%满；将10倍梯度稀释的CVB3，以30ul/孔接种Hela 细胞，每稀释度5孔；37℃孵育1h使病毒吸附；将病毒吸弃，以PBS洗3次，然后加入100ul/孔2% NBS 1640维持液；37℃培养，逐日观察细胞病变情况，连续观察5天，细胞病变达50%以上计为阳性。按Reed-Muench方法计算CVB3的TCID50。TCID50＝Log(>50%病变阳性率稀释度)＋距离比。距离比＝(>50%病变阳性率-50)/ (>50%病变阳性率-<50%病变阳性率)，最后换算为TCID50/100 ul。 3.将病毒稀释至适当滴度腹腔注射感染小鼠 以103 TCID50/100ul腹腔注射感染雄性BALB/c小鼠，4-8周龄，此年龄段小鼠CVB3 感染的反应最为适当。 左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺，针头刺入皮肤后进针，使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失，有落空感，固定针头，保持针尖不动，注射病毒。 4.鉴定 4.1小鼠外观和心脏外观 小鼠一般第3天开始精神萎靡，活动减少，毛粗糙，体温下降，体重从感染后第3天一般开始下降，随后持续下降；第7天心脏晦暗，纹理不清，心脏表面出现白色点状条索状病变。 4.2病理学 HE染色，感染第7天，心肌组织有大量的炎性细胞浸润，可广泛弥漫，也可呈局灶性，并可有坏死灶。

小鼠 缺氧实验指导

实验三实验性缺氧 【实验目的】 1.掌握各型（低张性和血液性）缺氧动物模型复制的方法，了解缺氧的分类。 2.观察不同类型缺氧时机体的变化（活动状况、呼吸、粘膜及肝脏的颜色）及存活时间； 3.观察不同年龄和中枢兴奋状态对机体缺氧耐受性的影响，理解条件因素在缺氧发病中的重要性。 4.掌握各型缺氧的发生机制及特点。 5.了解常见血液性缺氧的解救措施。 【实验原理】 导致低张性缺氧最常见的原因包括吸入气氧分压过低和外呼吸功能障碍。本实验将小鼠放置于加入钠石灰的密闭广口瓶内，随着小鼠的呼吸消耗，广口瓶中氧气含量逐渐降低，模拟外环境氧分压过低引起的低张性缺氧。观察低张性缺氧时机体的变化（活动状况、呼吸、粘膜及肝脏的颜色）及存活时间。 影响机体对缺氧耐受性的因素很多，除缺氧时间、速度、类型和程度外，还与缺氧时中枢功能状态和年龄等因素有关。本实验通过应用药物改变小鼠的中枢兴奋状态及选择不同年龄的小鼠，观察不同条件下低张性缺氧小鼠的活动状况和存活时间。 血液性缺氧是由于血红蛋白的数量减少或性质改变从而降低血液携氧能力或血红蛋白结合的氧不易释出所引起的缺氧。本实验将复制两种常见血液性缺氧模型：一氧化碳中毒和亚硝酸盐中毒引起的血液性缺氧。一氧化碳可与血红蛋白结合，形成碳氧血红蛋白而失去结合氧的能力，从而导致血液携氧能力降低而引起机体缺氧。亚硝酸钠是强氧化剂，可使血红蛋白分子内二价Fe2+氧化成为三价Fe3+而形成高铁血红蛋白，高铁血红蛋白同样失去携氧能力而引起血液性缺氧。【实验对象】 成年小鼠（性别、年龄、体重近似、雌雄不拘）、新生小鼠 【实验药品和器材】 3.75%尼可刹米、0.25%氯丙嗪、生理盐水、钠石灰、5%亚硝酸钠、1%亚甲兰、浓硫酸、草酸。 缺氧瓶带气压平衡装置、耗氧量测定装置（图1）、1 ml注射器、5 ml注射器、电子天平、纱布、滤纸、眼科剪、眼科镊、小烧杯、酒精灯、火柴、CO发生装置（图2）、气囊袋。

浅谈小鼠腹腔注射的方法与技巧

浅谈小鼠腹腔注射的方法与技巧 【摘要】小鼠腹腔注射仍是目前药典中异常毒性检查的主要方法之一，但很多从事药品检验或安全性评价的实验人员对腹腔注射的技巧把握得不够准确，胆子小的只能将药液注射在皮下，而胆大的有时则会刺破小鼠内脏，本文主要对小鼠腹腔注射的正确方法给以介绍，希望能给从事动物实验的人员带来一定的帮助。 【关键词】小鼠;腹腔注射;异常毒性;安全性评价 用小鼠来检测药品的异常毒性，是各国药品检验中用得最多的生物检定方法，我国从1953年第一部药典发行以来，异常毒性检测方法一直被收载在各版药典中，并且不断地进行了改进。从2005年版药典开始，虽然从很多品种的质量标准中删去了异常毒性的检查项目，但一直到2010年版药典仍然保留了部分品种的异常毒性检查项目，并且在附录中也介绍了异常毒性检查法［1］。此外，在新药的临床安全性评价试验中，小鼠仍得到了广泛应用［2-3］，有时还用小鼠做成动物模型［4］，对新开发药物的疗效进行研究。静脉注射和腹腔注射是小鼠最常见的两种给药途径，小鼠的尾静脉注射对初学者来说，可能有一定难度，但注射是否成功容易判断，不会对实验结果造成影响。而腹腔注射虽然看似简单，可如果操作不当，很容易造成注射失败，并不被发现，直接影响到实验结果。本文主要对小鼠腹腔注射的正确方法及注射时需注意的事项进行了介绍。 1 小鼠的选择 1.1 小鼠应同一来源同品系，雌者无孕，健康无伤，毛色光滑，眼睛红亮，活泼，体重17~20克［5］。 1.2 尽量选择雌性小鼠，因为整群饲养的雄性小鼠时常打斗，如确实需要选择雄性小鼠则应分开笼饲。 2 腹腔注射的方法 2.1 小鼠的抓取左手握小鼠，用拇指、食指捏住小鼠颈背部，用无名指及小指固定其尾和后肢，腹部向上，头呈低位［5］。 2.2 在下腹部离腹白线约0.5 cm处将注射针刺入皮下，沿皮下向前推进3~5 cm，然后使针头与小鼠腹部约成30°角刺入腹腔，针头刺入的速度要快，刚开始刺时会有一种明显的抵抗力，那是因为鼠皮具有韧性，后来突然会有一种抵抗力消失的感觉，说明针头已刺入腹腔内，此时就可以开始进药。 2.3 注射完毕后，轻轻将针头旋转一定角度，缓慢拔出针头，防止药液外漏。 2.4 注射成功与否的判断刺入腹腔后可轻拉针筒，如确认无血液或肠内容

实验动物学实验报告(大鼠,小鼠),小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作

实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给 药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄） 三、实验步骤 1、抓取和固定，标记 2、去毛 3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉 6、处死：脊椎脱臼法 7、解剖： 雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明） 雌性：双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取和固定标记： 抓取：抓小鼠的尾根部 固定：抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇 指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。并标记： 2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头 后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml 3、注射给药： 腹腔注射： 从下腹部的两侧进针，进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可 注射药物 尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部，在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0.5cm处进针 眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠，右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。 5、麻醉： 0.5%氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药，2分钟麻醉成功 6、处死： 脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖： 雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性：双角子宫、卵巢 3.7.2 肾上腺：米粒大小 胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状 3.7.4 ，胆囊：芝麻大小，浅绿色，

小鼠腹腔注射LD50的测定标准操作规程

小鼠腹腔注射LD50的测定标准操作规程(SOP) 【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察受试药品一次给予动物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。 【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指标。若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。 【器材】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸。 【药品】盐酸普鲁卡因 【动物】18～22g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不禁水。 【方法】 1.预试验目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂量。一般是取小鼠9～12只，分3～4组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%～80%死亡率的剂量范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（Dmin）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax）290mg/kg。 2.剂量计算及药液配制 (1)剂量计算 根据预试结果找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则各组剂量为Dmax·rk-1，k为第几组，一般选用4～5组动物，r为0.6～0.85为宜。 例已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg，Dmax=290mg/kg 当n=6时，r=0.84, 各组剂量为： 1. 290 mg/kg 2. 290 mg/kg×0.84 = 24 3.6mg/kg 3. 290 mg/kg×0.842= 20 4.6mg/kg